Wstęp
Muszka owocówka to znany każdemu, drobny owad – a jednak już od kilkudziesięciu lat króluje
w świecie nauki jako idealny modelowy organizm w badaniach oraz najlepszy kompan genetyków, neurobiologów, lekarzy, a nawet psychologów. Fakt, że procesy zachodzące w ciele muszki udaje się przełożyć na funkcjonowanie ludzkiego organizmu, nie przestaje zaskakiwać.
Łacińska nazwa stworzenia, które potocznie nazywamy muszką owocówką, brzmi “drosophila melanogaster” – i to właśnie tym mianem jest określana w literaturze naukowej. Drosophila nie jest wybredna w wyborze miejsca zamieszkania, a jej pożywienie jest łatwo dostępne dla każdego przedstawiciela gatunku. Muszki są jajorodne – ich cykl życiowy trwa około 4 tygodni. Gatunek ten cechuje również wyraźny dymorfizm płciowy. W polskich atlasach przyrodniczych figuruje jako “wywilżna karłowata”.
Miejsce drosophili melanogaster w nauce – krótka historia
Historia badań nad drosophilą sięga 1909 roku, kiedy to amerykański biolog Thomas Hunt Morgan rozpoczął badania and dziedziczeniem. Wybierając muszkę jako swój modelowy organizm, kierował się przede wszystkim kosztem jej utrzymania, bowiem jej hodowla jest wyjątkowo niedroga. Morgan badał ekspresję genu odpowiedzialnego za białe oczy u muszek – zauważył, że inaczej cecha ta jest przekazywana u samców, a inaczej u samic, co pozwoliło na zlokalizowanie genu za nią odpowiedzialnego na chromosomie płciowym X. Odkrycie to zapoczątkowało szereg eksperymentów
z wykorzystaniem wywilżnych, a dla samego Morgana otworzyło ścieżkę, która w 1933 roku doprowadziła go do otrzymania Nagrody Nobla w dziedzinie fizjologii lub medycyny. Dziś jest on znany jako twórca chromosomowej teorii dziedziczenia.
Od czasu wybitnych publikacji Morgana, zainteresowanie muszką owocową w świecie naukowym systematycznie wzrastało – ta niewielka istota przyczyniła się do znaczących odkryć w dziedzinie biologii rozwojowej oraz chronobiologii, a w 1947 roku została wysłana w kosmos jako pierwsza przedstawicielka świata fauny. Udowodniła, że życia poza Ziemią jest możliwe.
Istnieje wiele powodów, dla których naukowcy w różnych dziedzin sięgają po wywilżną karłowatą
w swoich eksperymentach. Jej hodowla jest tania i niezbyt wymagająca, a owocna w rezultatach – muszki szybko się rozmnażają, zajmują niewiele miejsca, a ich krótki cykl rozwojowy pozwala na zaobserwowanie wielu zmiennych w niedługim czasie. Genom owada składa się jedynie z 14 000 genów i zawiera 4 pary chromosomów, przez co z łatwością można przeprowadzić na nim mutacje genetyczne. Drosophila może się również pochwalić zestawem ponad 200 000 neuronów oraz licznymi ośrodkami zmysłów, pamięci i uczenia się, oscylatorami zegara biologicznego, ośrodkami ruchowymi oraz decyzyjnymi. Jej układ nerwowy przechowuje zatem prawdziwie interesujące tajemnice dla neuronaukowców oraz psychologów. W ostatnich latach to właśnie oni zdominowali świat eksperymentów z wykorzystaniem muszek, badając ich układ węchowy i uczenie się zapachów.
Układ węchowy drosophili
Wywilżne karłowate bardzo szybko uczą się zapachów i ich różnicowania. Gdy owad poczuje daną woń, wytwarza się sygnał, który jest transportowany do receptorów węchowych (ang. olfactory receptors – OR) na dendrytach neuronów węchowych (ang. olfactory receptor neurons – ORN). Na czułkach
i szczęce owada znajduje się około 1300 takich komórek nerwowych. Neurony węchowe przekazują informację do płatów czułkowych (nie jest to oficjalne tłumaczenie tej struktury – w literaturze funkcjonuje nazwa angielska „antennal lobes”), gdzie komórki formują kłębuszki węchowe. Każdy kłębuszek ma swój własny wzorzec aktywacji – reaguje na konkretny zapach, co przyczynia się do interpretacji bodźca. Zawierają one neurony węchowe oraz neurony projekcyjne, a aksony około 180 neuronów projekcyjnych zawierają się w tak zwanych ciałach grzybkowatych.
Ciała grzybkowate to struktury położone po obu stronach mózgu bezkręgowca, które swoim wyglądem przypominają kubki wypełnione neuronami i podparte grubymi pniami biegnącymi w różnych kierunkach (głównie drogą brzuszną i boczną). Zawarte w ciałach grzybkowatych neurony to komórki Kenyona, które są zdolne do odbierania sygnałów mechanosensorycznych, chemosensorycznych
i wizualnych. Niektóre z nich są wyspecjalizowane w odbieraniu konkretnych sygnałów, ale dane pokazują również, że są wśród nich komórki multimodalne. To one wyposażają ciała grzybkowate
w niesamowite zdolności przetwarzania informacji.
Jak uczy się muszka?
Analizy funkcjonalne układu nerwowego drosophili pozwoliły stwierdzić, że różne obszary anatomiczne w ciałach grzybkowatych odpowiadają za różne aspekty uczenia się. Za pamięć krótkoterminową oraz (prawdopodobnie) reakcję na jednoczesną obecność bodźca warunkowego i bezwarunkowego odpowiadają komórki γ (gr. gamma). Komórki a’/β’ (gr. alfa prim/beta prim) specjalizują się
w konsolidacji, czyli utrwalaniu śladu pamięciowego, a komórki α/β (gr. alfa/beta) umożliwiają korzystanie z pamięci, czyli przywoływanie informacji. Trening uczenia się u muszki może się zatem udać nawet w przypadku, gdy zaburzona jest pamięć krótkoterminowa.
W większości przypadków, systemy sensoryczne muszą być zdolne do pomieszczenia w sobie
i odpowiedzi na zarówno sygnały słabe, jak i bardzo silne. Komórki Kenyona formują połączenia z silnie hamującymi neuronami na zasadzie sprzężenia zwrotnego, co pomaga im uporać się z bardzo silnymi bodźcami. Każdy nasilony sygnał na wyjściu w komórkach Kenyona jest hamowany i z powrotem do nich wysyłany. U owadów rolę tego „hamulca” odgrywa struktura zwana dosłownie „ogromnym GABAergicznym neuronem” (ang. giant GABAergic neuron – GGN). Jego nazwa pochodzi od neuroprzekaźnika GABA (kwas gamma-aminomasłowy), który jest przekaźnikiem hamującym. Badania elektrofizjologiczne wnętrza komórki sugerują, że GGN depolaryzuje się w odpowiedzi na silne zapachy, a sztuczne wywoływanie depolaryzacji (zmiany potencjału spoczynkowego komórki w potencjał czynnościowy) powoduje zmniejszenie aktywności wszystkich komórek Kenyona. Niektóre źródła donoszą, że GGN jest prawdopodobnie hamowany jeszcze innym hamującym neuronem.
U przedstawicieli gatunku drosophila melanogaster ten ogromny hamujący neuron nosi nazwę „anterior paired lateral neuron” – APL (brak tłumaczenia polskiego).
Ciała grzybkowate regulują zatem pobudzenie komórek Kenyona, co pozwala na ich adekwatną aktywność w odpowiedzi na sygnały płynące głównie z płatów czułkowych. Przypomnijmy sobie, że komórki Kenyona otrzymują sygnały węchowe za pośrednictwem neuronów projekcyjnych. Te ostatnie są spontanicznie aktywne podczas nieobecności bodźców, jednak w odpowiedzi na bodźce reagują wybuchami aktywności. Ich spontaniczna aktywność mogłaby oznaczać, że komórki Kenyona są nieprzerwanie aktywne, a jednak obserwuje się ich stan spoczynkowy. Nie reagują też na wszystkie zapachy, a jak już reagują to rzadziej niż neurony projekcyjne – zatem ciała grzybkowate muszą regulować napływ bodźców węchowych.
Jak można wyjaśnić opisany mechanizm? Najprawdopodobniej aktywnością „ogromnego GABAergicznego neuronu” (lub APL), lub toniczną hiperpolaryzacją (zmniejszaniem potencjału komórki) przez neurony GABAergiczne, jednak hipoteza ta nie została potwierdzona.
Innym wyjaśnieniem może być jest wahadłowa struktura wybuchów aktywności obserwowanych
w neuronach projekcyjnych – są one regularnie pobudzane w następstwie otrzymania sygnału węchowego. Pomiędzy tymi cyklami wybuchów aktywności następuje relatywny spokój i wtedy informacja przekazywana jest do komórek Kenyona.
Podsumujmy zebraną dotąd wiedzę – komórki Kenyona są hamowane przy pomocy sprzężenia zwrotnego oraz wahadłowej aktywności w neuronach projekcyjnych, a czas trwania depolaryzacji komórek Kenyona pozwala im na różnicowanie impulsów.
Przejdźmy więc do mechanizmu uczenia się u drosophili. Bohaterem pierwszoplanowym w tym procesie są ciała grzybkowate, które powiększają się wraz ze zdobywaniem nowych doświadczeń. Jeśli te struktury są uszkodzone, muszka wykazuje deficyty uczenia się i pamięci (nie odpowiada też na warunkowanie klasyczne). Każda z grup komórek (γ, α/β, α’/β’) otrzymuje oddzielnie dopaminę, co ma ogromny wpływ na tworzenie się oddzielnych obszarów wyspecjalizowanych w uczeniu się awersyjnym i apetytywnym.
W badaniach dotyczących warunkowania klasycznego u muszek nierzadko używa się labiryntu
o kształcie litery T. Jest to nieskomplikowana procedura wykorzystywana w badaniach behawioralnych, która polega na wybraniu przez zwierzę jednej z odnóg konstrukcji po zastosowaniu bodźca.
W pierwszej fazie eksperymentu odbywa się trening muszek – najpierw wprowadzany jest do labiryntu zapach (np. 4-metylocyklohexanol, wonią przypominający aceton) połączony z szokiem elektrycznym, a następnie inny zapach (np. 3-octanol), jednak już bez innego bodźca. W drugiej fazie zadaniem muszek jest wybrać rurkę o danym zapachu. Jak można się spodziewać, zdecydowana większość owadów podąża w stronę woni nieskojarzonej z nieprzyjemnym odczuciem szoku elektrycznego.
Podsumowanie
Badania nad wywilżną karłowatą spotkały się w pewnym okresie z niechęcią środowiska politycznego. Była gubernator stanu Alaska – Sarah Palin – publicznie skrytykowała finansowanie podobnych eksperymentów twierdząc, iż nie mają one żadnego wpływu na dobro publiczne. Dziś wiemy, że dzięki nim udało się stworzyć modele wielu nieuleczalnych chorób, które przyczyniają się do pomocy osobom przewlekle objętych działaniami służby zdrowia – na przykład pacjentom z syndromem kruchego X, chorobą Alzheimera i innymi chorobami neurodegeneracyjnymi. Efektem tego wkładu są konferencje naukowe poświęcone w całości badaniom nad drosophilą melanogaster – Drosophila Research Conference oraz odbywająca się co dwa lata The European Drosophila Research Conference (EDRC), która w już październiku 2023 roku odbędzie się w Lyon.
Słynny badacz z Instytutu do Badań Mózgu Maxa Plancka, Gilles Laurent powiedział kiedyś, że „Mózgi owadów nieustannie dostarczają nam wiedzy na temat połączeń neuronowych i zapewniają eleganckie rozwiązania, jeśli wiemy, gdzie szukać i mamy odrobinę szczęścia”. Nie ulega wątpliwości, że gatunek, jakim jest maleńka owocowa muszka, przyczynił się w ogromnym stopniu do rozwoju wielu dziedzin nauki.
Literatura:
Bilal, R. M., Hodge, J. J. L. (2014). Drosophila Adult Olfactory Shock Learning. Neuroscience, 7(90). DOI: 10.3791/50107. PMID: 25145496; PMCID: PMC4672959.
Busto, G. U., Cervantes-Sandoval, I., Davis, R. L. (2010). Olfactory Learning in Drosophila. Physiology, 25(6), 338-346, DOI: https://doi.org/10.1152/physiol.00026.2010
Stopfer, M. (2014). Central processing in the mushroom bodies. Current Opinion in Insect Science, 6, 99–103. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cois.2014.10.009
Autorka: Dominika Adamska, Uniwersytet Jagielloński, Wydział Zarządzania i Komunikacji Społecznej, Instytut Psychologii Stosowanej
